Lamina–associated chromatin in the context of the mammalian genome folding

Eukaryotic interphase chromatin is folded hierarchically. Mammalian chromosomes are partitioned into topo-logically associating domains (TADs) whose interactions with each other drive the spatial segregation of the bulk chromatin into A–compartment containing active genomic regions, and B–compartment harboring re-pressed genomic loci and gene deserts. The internal structure of TADs is represented by CTCF/cohesin–mediated loops. The specific local and large–scale spatial structure of chromosomes plays an important role in the regulation of the genome functions. The recruiting of the genome loci to internal nuclear structures drives a subset of long–range chromatin interactions. The nuclear lamina is found to be involved into chromatin spatial positioning within the nucleus. The chromatin–nuclear lamina interactions are not rigid allowing for a substantial reconfiguration of the genome topology in cell generations and during differentiation. Here, we review some resent findings shedding light on the nature and spatial dynamics of the lamina–associated genomic regions.Інтерфазна хроматин еукаріот характеризується ієрархічної просторовою структурою. Хромосоми ссавців розділені на топологічно асоційовані домени (тади), взаємодії яких один з одним визначають наявність хроматінових компартментов двох типів, один з яких (А-компартмент) містить активні ділянки геному, а другий - репресовані райони і генні пустелі (В-компартмент). Внутрішня структура ТАДов представлена ​​головним чином хроматиновими петлями між ділянками зв'язування білка CTCF і когезіна. Специфічна побутовій та іншій великомасштабна просторова організація хроматину грає важливу роль в регуляції роботи генома. Частина дистанційних взаємодій в хроматині визначається залученням різних районів геному до внутрішніх структур ядра. Ядерна ламина бере участь у встановленні та підтримці просторової структури хроматину. Взаємодії хроматину з ядерної Ламін є значною мірою динамічними, що обумовлює можливість перебудови тривимірної архітектури хроматину в ряді клітинних поколінь і в процесі диференціювання. У даній оглядовій статті ми сфокусували увагу на ряді недавно отриманих експериментальних даних, що стосуються природи і динаміки взаємодій хроматину з ядерної Ламін.Интерфазный хроматин эукариот характеризуется иерархической пространственной структурой. Хромосомы млекопитающих разделены на топологически ассоциированные домены (ТАДы), взаимодействия которых друг с другом определяют наличие хроматиновых компартментов двух типов, один их которых (А–компартмент) содержит активные участки генома, а второй – репрессированные районы и генные пустыни (В–компартмент). Внутренняя структура ТАДов представлена главным образом хроматиновыми петлями между участками связывания белка CTCF и когезина. Специфическая локальная и крупномасштабная пространственная организация хроматина играет важную роль в регуляции работы генома. Часть дистанционных взаимодействий в хроматине определяется привлечением разных районов генома к внутренним структурам ядра. Ядерная ламина участвует в установлении и поддержании пространственной структуры хроматина. Взаимодействия хроматина с ядерной ламиной являются в значительной мере динамичными, что обуславливает возможность перестройки трёхмерной архитектуры хроматина в ряду клеточных поколений и в процессе дифференцировки. В данной обзорной статье мы сфокусировали внимание на ряде недавно полученных экспериментальных данных, касающихся природы и динамики взаимодействий хроматина с ядерной ламиной

Insulators in vertebrates: regulatory mechanisms and chromatin structure

Инсуляторы были открыты как геномные элементы, способные прерывать связь между промотором и энхансером (энхансер-блокирующая активность) и ограничивать распространение гетерохроматина (барьерная активность). У дрозофилы существует несколько типов инсуляторов, работающих посредством привлечения различных белков. Все описанные инсуляторы у позвоночных животных работают при участии многофункционального транскрипционного фактора CTCF. Биологические функции инсуляторов позвоночных животных не вполне ясны. Хотя принято считать, что они разграничивают хроматиновые домены, прямых свидетельств этому практически нет. Наиболее показательным является участие инсуляторов в работе центров установления импринтинга (imprinting choice regions). Результаты ряда недавно опубликованных работ свидетельствуют о том, что для установления импринтинга существенным является встраивание инактивированного гена в отдельный топологический домен (петлю). В этом и многих других случаях инсуляторы работают в качестве архитектурных элементов, поддерживающих трехмерную организацию генома. Взаимодействие между парами инсуляторов, в котором наряду с CTCF значительную роль играет когезин, организует геном в различного рода петли. Ключевые слова: хроматиновый домен, барьерный элемент, энхансер-блокирующий элемент, CTCF, импринтинг.Інсулятори було відкрито як геномні елементи, здатні переривати зв’язок між промотором і енхансером (активність, яка блокує функціонування енхансера), та обмежувати поширення гетерохроматину (бар’єрна активність). У дрозофіли існує декілька типів інсуляторів, які працюють із залученням різних білків. Всі описані інсулятори у ссавців працюють за участі багатофункціонального транскрипційного фактора CTCF. Біологічні функції інсуляторів ссавців не до кінця з’ясовані. Хоча багато хто вважає, що вони розмежовують хроматинові домени, прямих свідчень цьому практично немає. Найпоказовішою є участь інсуляторів у роботі центрів встановлення імпринтингу (imprinting choice regions). Результати низки недавно опублікованих робіт свідчать про те, що для встановлення імпринтингу суттєвим є вбудовування інактивованого гена в окремий топологічний домен (петлю). В цьому та в багатьох інших випадках інсулятори працюють як архітектурні елементи, які підтримують тривимірну організацію геному. Взаємодія між парами інсуляторів, у яких поряд з CTCF істотну роль відіграє когезин, організує геном у різного роду петлі. Ключові слова: хроматиновий домен, бар’єрний елемент, енхансер-блокуючий елемент, CTCF, імпринтинг.Insulators were first identified as genomic elements either blocking communication between promoters and enhancers (enhancerblocking activity) or restricting heterochromatin spreading (barrier activity). There are several types of insulators in Drosophila which utilize different proteins. All insulators identified in vertebrates work with the help of the multifunctional transcription factor CTCF. Biological functions of vertebrate insulators are not clear yet. They are supposed to separate chromatin domains albeit there is almost none direct evidence of this fact. The most significant is the participation of insulators in maintenance of centers of imprinting (imprinting choice regions). The results of a number of recently published articles indicate that isolation of a gene by placement of this gene into a separate topological domain (loop) is crucial to establishing imprinting. In this particular case as well as in many other cases insulators serve as architectural elements supporting the three-dimensional structure of genome. Moreover, interaction between pairs of insulators where cohesin plays a pivotal role along with CTCF folds genome into various loops. Keywords: chromatin domain, barrier element, enhancer-blocking element, CTCF, imprinting

Folded genome as a platform for the functional compartmentalization of the eukaryotic cell nucleus

In a number of recent studies a tight interconnection between the spatial organization of the eukaryotic genome and its functioning has been demonstrated. Moreover, it is becoming evident that the folded DNA by itself consti- tutes an important, if not the key, factor supporting the internal nuclear organization. In this review, we will discuss the current state of chromatin research with the special attention focused on chromosome territories, chromatin folding and dynamics, chromatin domains, transcription and replication factories. Based on this analysis we will show how interphase chromosomes define the assembly of different nuclear compartments and underlie the spatial compartmentalization of the cell nucleus.У низці недавніх робіт продемонстровано тісний взаємозв’язок між просторовою організацією евкаріотичного геному і його функціонуванням. Більш того, стає очевидним, що упакована ДНК сама по собі є важливим, якщо не ключовим, фактором, котрий підтримує внутрішню організацію ядра. В огляді ми обговорюємо існуючий стан досліджень у галузі хроматину, акцентуючи увагу на питаннях, пов’язаних з хромосомними територіями, фолдингом і динамікою хроматину, а також хроматиновим доменам, транскрипційним і реплікаційним фабрикам. На основі цього ми показуємо, що інтерфазні хромосоми визначають збирання різних ядерних компартментів і створюють підгрунтя для просторової компартменталізації клітинного ядра.В ряде недавних работ продемонстрирована тесная взаимосвязь между пространственной организацией эукариотического генома и его функционированием. Более того, становится очевидным, что упакованная ДНК сама по себе является важным, если не ключевым, фактором, поддерживающим внутреннюю организацию ядра. В обзоре мы обсуждаем текущее состояние исследований в области хроматина, особое внимание уделяя вопросам, связанным с хромосомными территориями, фолдингом и динамикой хроматина, а также хроматиновым доменам, транскрипционным и репликационным фабрикам. На основе этого мы показываем, что интерфазные хромосомы определяют сборку различных ядерных компартментов и создают основу для пространственной компартментализации клеточного ядра

Nucleosomal packaging of eukaryotic DNA and regulation of transcription

The eukaryotic nucleus harbors genomic DNA, which is tens of thousands of times greater in linear size than the nuclear diameter. Its high condensation is due to DNA packaging in chromatin, and DNA wrapping around nucleosomal globules is a key step in the process. A histone octamer, which forms the nucleosomal globule, interacts with DNA via electrostatic contacts. DNA–histone interactions are rather tight and prevent nucleosomal DNA from being accessed by various enzymes and transcription factors. At the same time, nucleosomes do not prevent transcription and other processes related to the genetic function of DNA. The review considers the structure and diversity of nucleosomes and the central role they play in regulating transcription. Special emphasis is placed on how internucleosomal interactions contribute to genome accessibility to transcription machinery and how nucleosomes are removed from regulatory elements and transcription units in a controlled manner during transcription elongation.Ядра евкаріотних клітин містять геномну ДНК, лінійні розміри якої у десятки тисяч разів перевищують їхній діаметр. Багато в чому такий високий ступінь компактизації забезпечується упаковкою ДНК у хроматин, ключовим етапом якої є намотування ДНК на нуклеосомні глобули. Октамер гістонів, які складають нуклеосомну глобулу, взаємодіє з ДНК за посередництвом електростатичних контактів. ДНК-гістонові взаємодії достатньо міцні і утруднюють доступ до нуклеосомної ДНК багатьох ферментів і транскрипційних факторів. У той же час наявність нуклеосом не перешкоджає проходженню транскрипції та інших процесів, пов’язаних з реалізацією генетичних функцій ДНК. В огляді розглянуто структуру і розмаїття нуклеосом та їхню центральну роль у регуляції транскрипції. Особливу увагу приділено значенню міжнуклеосомних взаємодій у забезпеченні доступності геному для транскрипційної машинерії, а також регульованому видаленню нуклеосом з регуляторних елементів і транскрипційних одиниць в процесі елонгації транскрипції.Ядра эукариотических клеток содержат геномную ДНК, линейные размеры которой в десятки тысяч раз превышают их диаметр. Во многом такая высокая степень компактизации обеспечивается упаковкой ДНК в хроматин, ключевым этапом которой является наматывание ДНК на нуклеосомные глобулы. Октамер гистонов, составляющих нуклеосомную глобулу, взаимодействует с ДНК посредством электростатических контактов. ДНК-гистоновые взаимодействия достаточно прочны и затрудняют доступ к нуклеосомной ДНК многих ферментов и транскрипционных факторов. В то же время наличие нуклеосом не препятствует прохождению транскрипции и других процессов, связанных с реализацией генетических функций ДНК. В настоящем обзоре рассмотрены структура и многообразие нуклеосом и их центральная роль в регуляции транскрипции. Особое внимание уделено значению межнуклеосомных взаимодействий в обеспечении доступности генома для транскрипционной машинерии и регулируемому удалению нуклеосом с регуляторных элементов и транскрипционных единиц в процессе элонгации транскрипции

C-methods to study 3D organization of the eukaryotic genome

В последнее время становится все более очевидным, что пространственная организация эукариотического генома играет важную роль в регуляции экспрессии генов. Трехмерную (3D) организацию генома можно исследовать с помощью различных видов микроскопии, в частности, совмещенных с техникой флуоресцентной in situ гибридизации (FISH). Однако когда речь заходит об анализе пространственных взаимодействий между специфическими участками генома, намного более эффективными оказываются методы фиксации конформации хромосомы (3С). Они основаны на предпочтительном лигировании фрагментов ДНК, сшитых через белковые мостики в живых клетках посредством формальдегидной фиксации. Предполагается, что такие мостики связывают фрагменты ДНК, расположенные в непосредственной близости в ядре. В обзоре описаны существующие на сегодня методы фиксации конформации хромосомы – от 3С и ChIP-loop до Hi-C и ChiA- PET, объединенные под общим названием «С»-методы. Клюевые слова: фиксация конформации хромосомы (3С), пространственная организация генома.Останнім часом стає все очевиднішим, що просторова організація еукаріотичного геному відіграє важливу роль у регуляції експресії генів. Тривимірну (3D) організацію геному можна досліджувати за допомогою різних видів мікроскопії, зокрема, сумісних з технікою флуоресцентної in situ гібридизації (FISH). Однак коли йдеться про аналіз просторових взіємодій між специфічними ділянками геному, набагато ефективнішими виявляються методи фіксації конформації хромосоми (3С). Вони засновані на переважаючому лігуванні фрагментів ДНК, зшитих через білкові містки у живих клітинах за посередництвом формальдегідної фіксації. Передбачається, що такі містки зв’язують фрагменти ДНК, розміщені у безпосередній близькості у ядрі. В огляді описано існуючі на сьогодні методи фіксації конформації хромосоми – від 3С і ChIP-loop до Hi-C і ChiA-PET, об’єднані під загальною назвою «С»-методи. Ключові слова: фіксація конформації хромосоми (3С), просторова організація геному.It is becoming increasingly evident that spatial organization of the eukaryotic genome plays an important role in regulation of gene expression. The three-dimensional (3D) genome organization can be studied using different types of microscopy, in particular those coupled with fluorescence in situ hybridization. However, when it comes to the analysis of spatial interaction between specific genome regions, much higher performance demonstrate chromosome conformation capture (3C) methods. They are based on the proximity ligation approach which consists in preferential ligation of the ends of DNA fragments joined via protein bridges in living cells by formaldehyde fixation. It is assumed that such bridges link DNA fragments that are located in close spatial proximity in the cell nucleus. In this review we describe current 3C-based approaches, from 3C and ChiP-loop to Hi-C and ChiA-PET, going under the collective name of C-methods. Keywords: chromosome conformation capture, genome spatial organization

Progress report of investigations on gyrotron ECR ion source SMIS 37

A review of experimental investigations on ion production in plasma developed on SMIS 37 source at the Institute of Applied Physics of RAS (Nizhny Novgorod) is reported. Pulsed power gyrotron with emission frequency 37.5 GHz was used for plasma creation and heating in the simple magnetic mirror trap. Magnetic field with value up to 3.5 T was created by pulsed coils. Experiments were carried out in nitrogen as operating gas. Formation of multicharged ions in dense plasma in different regimes of plasma confinement was investigated. In this report we describe some investigations of instabilities of the plasma in the trap. Low frequency instabilities are analyzed basing on the results of plasma high-speed image registration. Also, whistler cyclotron instability was observed. Short pulses of accelerated electrons with energy about 10 keV are measured. Detected short pulses of microwave emission of the plasma characterize cyclotron instability too. Dense plasma of singly charged ions obtained in the trap with the plug magnetic field much less than resonant value. Flux of the plasma exceeds 0,1 A/cm2, electron temperature is about 20 eV. Such plasma seems to be interesting for surface modification

Dynamic nature of active chromatin hubs

Aim. In order to get more information about organization of active chromatin hubs and their role in the regulation of gene transcription we have studied the spatial organization of the a-globin gene domain in cultured chicken erythroblasts. Methods. The chromosome conformation capture (3C) protocol was employed to analyze the 3D configuration of the chicken a-globin gene domain. Results. We have demonstrated that in the same cell population the chicken domain of a-globin gene may be organized in two different active chromatin hubs. One of them appears essential for the activation of the a-globin gene expression while the other – for the activation of TMEM8 gene which constitutes a part of the a-globin gene domain in chicken, but not in human and other mammals. Importantly, two regulatory elements participate in the formation of both active chromatin hubs. Conclusions. The assembly of the same genomic area into two alternative chromatin hubs which share some regulatory elements suggests that active chromatin hubs are dynamic rather than static, and that regulatory elements may shuttle between different chromatin hubs. Keywords: active chromatin hub, globin gene, genomic domain, chromosome conformation capture.Мета. Щоб отримати нову інформацію стосовно організації активаторних хроматинових блоків та їхньої ролі в регуляції транскрипції ми вивчили просторову організацію домену a-глобінових генів у культивованих курячих еритробластах. Методи. Для анализу 3D конфігурації домену a-глобінових генів використано метод фіксації конформації хромосоми (3С). Результати. Ми продемонстрували, що в одній і тій самій популяції курячих клітин домен a-глобінових генів може бути організованим у два різних хроматинових блоки. Один з них необхідний для активації транскрипції a-глобінових генів, тоді як другий забезпечує активацію транскрипції гена TMEM8. Цей ген входить до складу домену aглобінових генів курей, але не ссавців і людини. Важливо, що два регуляторних елементи домену a-глобінових генів присутні у складі обох активаторних хроматинових блоків. Висновки. Існування в одному й тому ж геномному домені двох різних активаторних комплексів, які мають у своєму складі спільні регуляторні елементи, свідчить про динамічну природу активаторних хроматинових блоків, що дозволяє спільним регуляторним елементам періодично переміщуватися з одного комплексу в другий. Ключові слова: активаторні хроматинові блоки, глобіновий ген, геномний домен, метод фіксації хромосоми.Цель. Чтобы получить новую информацию об организации активаторных хроматиновых блоков и их роли в регуляции транскрипции, мы изучили пространственную организацию домена a-глобиновых генов в культивируемых куриных эритробластах. Методы. Для анализа 3D конфигурации домена a-глобиновых генов использован метод фиксации конформации хромосомы (3С). Результаты. Мы продемонстрировали, что в одной и той же популяции куриных клеток домен a-глобиновых генов может быть организован в два различных хроматиновых блока. Один из них необходим для активации транскрипции a-глобиновых генов, в то время как другой обеспечивает активацию транскрипции гена TMEM8. Этот ген входит в состав домена a-глобиновых генов кур, но не млекопитающих и человека. Важно, что два регуляторных элемента домена a-глобиновых генов присутствуют в составе обоих активаторных хроматиновых блоков. Выводы. Существование в одном и том же геномном домене двух разных активаторных комплексов, имеющих в своем составе общие регуляторные элементы, свидетельствует о динамической природе активаторных хроматиновых блоков, что позволяет общим регуляторным элементам периодически перемещаться из одного комплекса в другой. Ключевые слова: активаторные хроматиновые блоки, глобиновый ген, геномный домен, метод фиксации хромосомы

Stress factor – dependent differences in molecular mechanisms of premature cell senescence

Cell senescence is an established cell stress response in the form of a permanent proliferation arrest accompanied by a complex phenotype. Senescent cells share several crucial features, such as lack of DNA synthesis, increased senescence-associated β-galactosidase activity and upregulation of cyclin-dependent kinase inhibitors. Most of these universal senescence markers are indicative not only for cell senescence but for other types of growth arrest as well. Along with ubiquitous markers, cell senescence has accessory characteristics, which mostly depend on senescence-inducing stimulus and/or cell type. Here, we review main markers and mechanisms involved in the induction of cell senescence with a focus on stress factor-dependent differences in signaling pathways activated in senescence.Клітинне старіння є відповіддю клітини на стрес у вигляді перманентного арешту проліферації, супроводжуваного комплексом фенотипічних змін. Найбільш важливими ознаками клітинного старіння є відсутність синтезу ДНК, збільшення активності асоційованої зі старінням β-галактозидази і збільшення експресії інгібіторів циклин-залежних кіназ. Ці універсальні маркери клітинного старіння характерні також і для інших типів арешту проліферації клітин. Поряд з універсальними маркерами клітинне старіння має додаткові характеристики, які більшою мірою залежать від фактора, що індукує старіння та / або типу клітин. У цьому огляді ми розглянемо основні характеристики і механізми, індукції клітинного старіння, приділивши особливу уваги залежних від стрес-фактора відмінностям активуються при клітинному старінні сигнальних каскадів.Клеточное старение является клеточным ответом на стресс в виде перманентного ареста пролиферации, сопровождаемого комплексом фенотипических изменений. Наиболее важными признаками клеточного старения являются отсутствие синтеза ДНК, увеличение активности ассоциированной со старением β-галактозидазы и увеличение экспрессии ингибиторов циклин-зависимых киназ. Эти универсальные маркеры клеточного старения характерны также и для других типов ареста пролиферации клеток. Наряду с универсальными маркерами клеточное старение имеет дополнительные характеристики, которые в большей степени зависят от индуцирующего старение фактора и/или типа клеток. В этом обзоре мы рассмотрим основные характеристики и механизмы, участвующие в индукции клеточного старения, уделив особое внимания зависящим от стресс-фактора различиям активируемых при клеточном старении сигнальных каскадов

Treatment of lymphoid cells with the topoisomerase II poison etoposide leads to an increased juxtaposition of AML1 and ETO genes on the surface of nucleoli

AML1 and ETO genes are known partners in the t(8,21) translocation associated with the treatment-related leukaemias in the patients receiving chemotherapy with DNA-topoisomerase II (topo II) poisons. Aim. To determine whether the genes AML1 and ETO are in close proximity either permanently or temporarily in the nucleus. Methods. 3D FISH. Results. We found that in 5 % of untreated cells, alleles of AML1 and ETO are in close proximity. This number increased two-fold in the cells treated with the topo II poison etoposide. Surprisingly, in more than 50 % of the cases observed, co-localization of the genes occurred at the nucleoli surface. We found also that the treatment of cells triggers preferential loading of RAD51 onto bcr of the AML1 and ETO genes. Conclusions. Our results suggest that the repair of DNA lesions introduced by topoisomerase II poisons may be mediated simultaneously by multiple mechanisms, which may be the cause of mistakes resulting in translocations. Keywords: DNA-topoisomerase II, nucleoli, Rad51, AML1, ETO.Гени AML1 і ETO відомі як партнери по транслокації t(8,21), асоційованої з розвитком вторинних лейкозів у пацієнтів, які піддавалися хіміотерапії із застосуванням інгібіторів топоізомерази II. Мета. Оцінити частоту взаємної колокалізаціїгенів AML1 і ETO у культурі лімфоїдних клітин людини. Методи. 3D FISH. Результати. У 5 % необроблених клітин лінії Jurkat алелі AML1 і ETO знаходяться в безпосередній близькості один від одного. У клітинах, оброблених інгібітором топоізомерази II етопозитом, частота подій колокалізації AML1 і ETO зростає в два рази. При цьому більш ніж у 50 % випадків колокалізація генів відбувається на поверхні ядерця. Показано, что обробка клітин етопозидом спричиняє посилення зв’язування білка RAD 51 з кластерами точок розриву (bcr) генів AML1 і ETO. Висновки. Репарація розривів ДНК, індукованих інгібіторами топоізомерази II, вірогідна за одночасної участі різних механізмів, що може бути причиною помилок, які викликають транслокації. Ключові слова: ДНК-топоізомераза II, ядерця, Rad51, AML1, ETO.Гены AML1 и ETO известны как партнеры по транслокации t(8,21), которая ассоциирована с развитием вторичных лейкозов у пациентов, подвергшихся химиотерапии с применением ингибиторов ДНК-топоизомеразы II. Цель. Оценить частоту взаимной колокализации генов AML1 и ETO в культуре лимфоидных клеток человека. Методы. 3D FISH. Результаты. В 5 % необработанных клеток линии Jurkat аллели AML1 и ETO находятся в непосредственной близости друг от друга. В клетках, обработанных ин - гибитором ДНК-топоизомеразы II этопозидом, частота событий колокализации AML1 и ETO увеличивается в два раза. При этом в более чем 50 % наблюдаемых случаев колокализация генов происходит на поверхности ядрышка. Показано, что обработка клеток этопозидом приводит к увеличению связывания белка RAD 51 с кластерами точек разрыва (bcr) генов AML1 и ETO. Выводы. Репарация разрывов ДНК, индуцированных ингибиторами ДНК-топоизомеразы II, вероятна при одновременном участии различных механизмов, что может являться причиной ошибок, приводящих к транслокациям. Ключевые слова: ДНК-топоизомераза II, ядрышка, Rad51, AML1, ETO